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Prélèvements: sérum ou sang EDTA ; selles; tissus (biopsies)

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Conduites Diagnostiques

  • Hépatite A
Le diagnostic de l’infection aiguë repose sur la détection des IgM spécifiques. Toutefois, la valeur
prédictive positive de ce marqueur est faible en l’absence de cytolyse et en dehors d’un contexte
aigu. Le CNR propose la démarche suivante :

 

  • Hépatite E

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Le virus de l’hépatite E (VHE)

Sommaire :

  1. Agent infectieux généralités
  2. Pouvoir pathogène
  3. Survie de l’ agent infectieux
  4. Aspects médico-cliniques
  5. Dangers spécifiques
  6. Bibliographie

 

Le virus de l’hépatite E (VHE), transmis par voie féco-orale, est identifié comme l’agent principal d’épidémies d’hépatites aiguës dans les pays à faible niveau d’hygiène. Plus récemment, il a été clairement défini comme responsable de véritables cas sporadiques d’hépatites aiguës dans les pays industrialisés chez des patients n’ayant jamais séjourné en zone d’endémie. Le tropisme du virus de l’hépatite E n’est pas limité à l’espèce humaine. La mise en évidence par Krawczynski et Bradley d’un antigène spécifique dans le foie de macaques infectés expérimentalement, puis l’identification de souches porcines d’abord aux Etats Unis chez des animaux infectés naturellement par le VHE et chez d’autres espèces animales ont affirmé cette infection comme une zoonose.

1 – Agent infectieux généralités

Depuis 2002, le virus de l’hépatite E est classé dans la famille des Hepeviridae, genre hepevirus dont il est actuellement le seul représentant. Il s’agit d’un virus sphérique, non enveloppé de 27 à 33 nm de diamètre (Tableau 1) (11). Le génome à ARN monocaténaire à polarité positive d’une longueur approximative de 7,2 kb présente 3 cadres de lectures (ORF1, ORF2 et ORF3) partiellement chevauchants encadrés à l’extrémité 5′ d’une séquence non codante de 27 à 32 nucléotides et à l’extrémité 3′ d’une séquence de 65 à 74 bases suivie par une extrémité polyadénylée de longueur variable selon les virus.

Tableau 1 : Carte d’identité du Virus de l’hépatite E

  • Famille : Hepeviridae
  • Genre : hepevirus
  • Taille du virus: 27-33 nm
  • Génome : ARN monocaténaire à polarité positive 7.2 kb
  • Capside : icosahédrique
  • Enveloppe : absente
  • Sérotype: 1
  • Génotypes : 4 majeurs
  • 9 à 11 au total suivant les classifications et les régions génomiques analysées
  • Réplication : cytoplasme des hépatocytes principalement
  • Sites extra-hépatiques : tube intestinal, tissus lymphatiques

L’ORF1 code une polyprotéine de 186 kDa, ultérieurement clivée en protéines non structurales dont une méthyl transférase démontrant que le virus est coiffé à son extrémité 5′ et l’ARN polymérase ARN dépendante (Figure 1). L’ORF2 code la protéine de capside glycosylée (p-ORF2) de 660 aa qui présente plusieurs sites immunogènes dont un épitope immunodominant conformationnel entre les acides aminés 394 et 457 et un épitope neutralisant situé entre les acides aminés 452 et 617 (12) . Expérimentalement, il a été démontré que les protéines obtenues à partir de p-ORF2 tronquée à son extrémité N terminale ont la capacité de former des particules pseudo-virales (VLPs qui induisent de forts titres d’anticorps neutralisants et donx la source antigénique pour un candidat vaccin. La phosphoprotéine d’un poids moléculaire de 13 kDa, codée par l’ORF3 est très variable selon les virus. Cette protéine dont le rôle reste à définir, serait impliquée dans les fonctions de régulation de la réplication virale ou dans l’assemblage de la nucléocapside.

Figure 1 : Organisation génomique du VHE et représentation shématique des polyprotéines p-ORF1, p-ORF2 et p-ORF3

(M : méthyltransférase ; C : cystéine-protéase ; H : Hélicase ; P : ARN polymérase)

Multiplication

En l’absence de multiplication en routine du VHE sur système cellulaire in vitro, sa réplication a été étudiée à partir de modèles expérimentaux conduits chez les primates (macaques et chimpanzés) après propagation du VHE sur des hépatocytes primaires. Ces études ont été complétées chez les porcs. La réplication du génome se déroule dans le cytoplasme des hépatocytes. Puis les virus néoformés sont relargués du cytoplasme des hépatocytes dans les canaux biliaires pour être finalement excrétés dans les selles.

La réplication intra-hépatique du VHE n’est pas exclusive car d’autres sites de réplication ont été caractérisés par infection expérimentale de porcs, en particulier au niveau du tractus intestinal (intestin grêle, colon), et de tissus lymphatiques (Figure 2).

Figure 2 : Réplication du VHE dans l’hépatocyte

1, entrée dans l’hépatocyte ; 2, décapsidation ; 3, traduction de l’ORF1 ; 4, synthèse de brin ARN négatif ; 5, synthèse d’ARN positif subgénomique ; 6, synthèse des protéines structurales ; 7, assemblage du provirion ; 8, relargage du virus à l’extérieur de l’hépatocyte.

Diversité génétique

La diversité génétique du VHE fut très rapidement mis en évidence, dès l’identification des 2 premières souches prototypes, la souche Burma caractérisée en 1991, et la souche Mexico, identifiée un an plus tard, homologues à 75 % sur le plan nucléotidique et 86 % au niveau des séquences peptidiques codées par l’ORF2. Ces 2 souches ont ainsi permis de définir respectivement les génotypes 1 et 2. Actuellement 4 génotypes majeurs à 9 génotypes ont été caractérisés suivant les régions du génome séquencées (10). Les souches de génotype 3, identifiées à partir de cas autochtones survenus dans les pays non endémiques pour le VHE sont proches sur le plan génétique de souches d’origine porcine isolées dans la même région géographique que les souches humaines. Ainsi, les 2 premiers isolats humains de génotype 3 identifiés aux Etats Unis partagent avec une souche porcine, 97% d’identité avec la séquence peptidique codée par l’ORF2. De même, le génotype 4, identifié en Asie du Sud Est (Chine, Inde, Japon, Indonésie) est proche sur le plan génétique de souche porcine, identiques de 82 à 90% dans la région de l’ORF2 (Figure 3). Les autres génotypes ont une distribution géographique plus restreinte.

Figure 3 : Diversité génétique du VHE

De plus, l’analyse moléculaire intra-patient de souches virales collectées au cours d’une même épidémie a démontré l’hétérogénéité de la population virale définissant ainsi des quasi-espèces. Cette distribution génétique a été récemment caractérisée pour d’autres virus à ARN responsables d’infections aiguës tels que les virus de l’hépatite A et de la dengue (2).

Enfin, plusieurs souches d’origine aviaire ont été caractérisées dans les élevages de poulets aux Etats Unis, les séquences nucléotidiques (ORF1) codant l’hélicase étant identiques entre elles de 80 à 88 % (4).

2 -Pouvoir pathogène

Le VHE est responsable d’hépatites aiguës qui ne diffèrent pas sur le plan clinique des autres hépatites virales aiguës. La sévérité de l’infection est corrélée à l’âge du patient. Au cours de cas sporadiques, les formes les plus symptomatiques sont observées chez les adultes jeunes bien que toutes les classes d’âge soient atteintes.

Après une période d’incubation de 3 à 5 semaines (40 jours environ), la phase prodromique d’une durée de 10 jours maximum est caractérisée par un syndrome pseudo-grippal (fatigue, malaise, anorexie, fièvre à 38 et 39 °C pour la majorité des cas). A la phase d’état, l’ictère est associé à des douleurs abdominales, une hépatomégalie, voire une splénomégalie. L’évolution est le plus souvent favorable dans un délai de 3 à 5 semaines. Un tableau de cholestase est observé dans 10 % des cas.

Les formes sévères avec des tableaux d’hépatite fulminante sont observées principalement au cours d’épisodes épidémiques avec une fréquence de 1 % dans la population générale pouvant atteindre 45 % chez les femmes enceintes. En effet, le VHE est le virus hépatotrope le plus à risque pour les femmes enceintes, la sévérité de l’infection étant maximum au cours du 3ème trimestre de grossesse. Le taux de mortalité maternelle peut atteindre 30 % au cours de cette période avec un risque de transmission verticale in utéro dans un tiers des cas et un taux de mortalité infantile de 10 à 15 % (6).

La surinfection par le VHE de patients atteints d’hépatites chroniques est un facteur aggravant de la décompensation hépatique (3).

Des formes chroniques d’infection par le virus de l’hépatite E – définies par la persistance de la détection de l’ARN viral dans le sang ou les selles pendant plus de 6 mois – ont été décrites à partir de 2007. Les cas ont été rapportés chez des patients présentant un déficit immunitaire. De 2004 à 2009, 38 cas d’hépatites E autochtones ont été répertoriés chez des transplantés d’organes de la région Midi-Pyrénées (13). En 2008 et 2009, le CNR a respectivement diagnostiqué 10 et 25 cas dont 50% étaient des diagnostics rétrospectifs (www.cnrvha-vhe.org rubrique bilan d’activité). Chez ces patients l’évolution vers une infection chronique est observée dans environ 60% des cas.

Trois contextes d’immunodépression ont été identifiés :

Ø      La transplantation : les patients concernés avaient bénéficié de greffe rénale, rein/pancréas ou hépatique.  Les taux de lymphocytes totaux et des CD4 étaient plus bas chez les patients évoluant vers une hépatite chronique (moyenne des taux de CD4 chez les patients ayant présenté une hépatite aigüe résolutive : 930 cellules/mm³, moyenne des taux de CD4 chez les patients ayant présenté une forme chronique : 220 cellules/mm³) (14).  Une évolution vers la cirrhose a été observée en  12 à 36 mois pour les premiers cas décrits. Il n’a pas été décrit de cas de transmission du virus de l’hépatite E par le greffon à ce jour.

Ø      Les pathologies hématologiques : les patients présentaient un lymphome, une leucémie à tricholeucocytes. Un cas de réactivation post greffe allogénique  a été observé posant la question du compartiment de persistance du virus.

Ø      L’infection par le Virus de l’Immunodéficience Humaine : trois cas d’infection chronique ont été décrits.

Les facteurs d’évolution vers l’infection chronique par le VHE sont encore mal connus.

Le niveau d’immunodépression semble jouer un rôle majeur mais aucune étude n’a mis en évidence de rôle prépondérant de la réponse innée ou adaptative. Des études sont en cours concernant les facteurs viraux : la protéine ORF1 pourrait moduler la réplication virale chez l’hôte, la protéine ORF3 jouerait un rôle dans l’immunomodulation et la survie cellulaire.

L’enquête d’investigation pour déterminer les facteurs d’exposition au VHE est difficile à conduire chez les patients présentant des formes chroniques compte-tenu du caractère souvent rétrospectif du diagnostic.

Evolution des marqueurs biologiques

La cytolyse hépatique est marquée dès le début de la symptomatologie avec des taux d’alanine amino-transférase pouvant dépasser 2000 UI/l. Le retour à des taux normaux sont observés dans un délai de 2 à 3 mois au cours de la phase de guérison.

La virémie est transitoire, précédant de quelques jours le début de la phase clinique jusqu’à 2 à 3 semaines après le début de la symptomatologie. Dans quelques cas, la virémie a pu être détectée pendant 4 à 5 semaines. Quant à l’excrétion du virus dans les selles, elle précède de 4 à 8 jours la phase ictérique et persiste pendant les 3 à 4 semaines suivantes avec une durée maximum de 50 jours démontrée au cours d’épisodes épidémiques. C’est durant cette période, que le patient sera infectieux. Le titre viral dans les selles a été évalué par amplification génique à 104-108/g selles après inoculation expérimentale intraveineuse chez des chimpanzés (7).

Quant à la réponse sérologique, les anticorps anti VHE de type Ig G et Ig M sont détectables dès le début de la symptomatologie avec un taux maximum au bout d’un mois pour décroître au bout de 2 à 6 mois pour les Ig M. Les Ig G persistent de 18 mois à plus de 10 ans suivant les réactifs utilisés (Figure 4) (8).

Figure 4 : Evolution des paramètres biologiques au cours de l’hépatite E

Mode de dissémination de l’agent infectieux (Transmission)

Comme toutes les affections liées au péril fécal, le VHE est essentiellement transmis à l’homme par voie digestive par l’ingestion de particules infectieuses à partir de la contamination de l’environnement souillé par les matières fécales. C’est après la consommation d’eau souillée que la plupart des épidémies ont été décrites dans les pays à faible niveau d’hygiène telle que la première épidémie d’hépatite E décrite en 1955-1956 à New Delhi.

Dans les pays industrialisés, non endémiques pour le VHE, pour lesquels des cas autochtones d’hépatite E ont été diagnostiqués en dehors de tout séjour en zone d’endémie, le rôle potentiel des animaux domestiques comme réservoir de l’infection est suggéré par le fait que de nombreuses espèces animales sont sensibles à ce virus, en particulier les porcs (1).

La transmission parentérale du VHE a été initialement décrite de façon expérimentale chez des singes Rhésus puis rapportée au cours d’étude rétrospective chez des patients vivant en zone d’endémie et transfusés à partir de donneurs de sang asymptomatiques mais virémiques (5).

Epidémiologie

Le VHE est une des principales causes d’épidémies d’hépatites aiguës épidémiques et de cas sporadiques dans de nombreuses régions du globe (Asie, Afrique, Amérique latine). Le niveau d’endémicité déterminé par les études conduites dans la plupart des cas chez les donneurs de sang montre que la séroprévalence anti VHE varie de 10 à 50 %, suivant l’origine géographique des populations et leur âge. Dans les pays industrialisés, la séroprévalence est de 1 à 5 %, définissant ainsi des régions de faible niveau d’endémicité. En effet, la plupart des cas sporadiques d’hépatites E sont rapportés après des voyages en zone d’endémie. Cependant des cas autochtones d’hépatites E ont été décrits en Amérique du Nord, en Europe (France, pays du pourtour méditerranéen, Royaume Uni , Autriche …) en l’absence de tout séjour en zone d’endémie. De plus, l’analyse moléculaire de ces souches a montré leur divergence génétique par rapport aux souches isolées de régions endémiques. En effet, les virus isolés des pays industrialisés sont proches du génotype 3, alors que les isolats caractérisés dans les régions endémiques appartiennent aux génotypes 1, 2 et 4 (9).

Il est actuellement clairement démontré que l’hépatite E est une zoonose et que de nombreuses espèces animales domestiquées et sauvages sont infectées par le VHE, constituant le réservoir de virus. Dans les élevages de porcs, l’infection par des souches porcines est ubiquitaire (Tableau 1). Des études expérimentales ont démontré la transmission inter-espèce du VHE par l’inoculation de souche humaine à des porcs et de souche porcine à de primates. Lors d’épidémies, c’est l’homme malade et les enfants, le plus souvent asymptomatiques qui constituent le réservoir principal.

Tableau 2 : Séroprévalence anti-VHE dans le règne animal

    % Anti-VHE
Porcs Népal, Viietnam, Inde 33 à 70 %
Porcs (>3 mois) USA 80 %
     
Poulets Asie de l’Est 44 %
Poulets USA, Canada 30 à 71 %
     
Vaches Somalie 29 à 62 %
Vaches Ukraine 12 %
Chèvres – moutons Turkménistan 42 à 67 %
     
Rats Inde 2 à 50 %
Chiens Inde 10 %

3 – Survie de l’agent infectieux

Comme tous les virus entériques non enveloppés, le VHE est relativement résistant dans le milieu extérieur. Transmis par voie féco-orale, les particules virales sont capables de résister à l’acidité gastrique lors de leur ingestion et aux sels biliaires lors de leur excrétion, pouvant être ainsi détectées dans les eaux usées. In vitro, il est sensible à la chaleur (autoclavage à 120 °C), aux désinfectants habituellement utilisés dans l’inactivation des virus entériques (hypochlorite de sodium pour le traitement de l’eau, glutaraldéhyde pour la désinfection des surfaces) bien que la présence des matières organiques va diminuer de manière significative l’efficacité de ces désinfectants.Le VHE semble moins résistant que le virus de l’hépatite A aux variations de température, privilégiant ainsi sa conservation à – 80 °C. Cependant l’expérience a montré qu’il pouvait être détecté par amplification génique plus de 10 années après la collecte des échantillons conservés à – 20 °C (2).

4 – Aspects médico-cliniques

Stratégie du diagnostic chez l’homme

Le diagnostic repose à la fois sur la détection du virus par amplification génique à partir d’échantillons de selles et de sérum, voire de bile ou de biopsie hépatique et sur la détection des anticorps anti VHE.

Détection de l’ARN du VHE

Le diagnostic repose sur l’amplification du génome par RT-PCR, PCR nichée, ou PCR en temps réel en utilisant plusieurs couples d’amorces suivant les génotypes, à partir des régions les plus conservées du génome. Avec un seuil de détection de 10 à 103 molécules de cDNA/reaction, suivant les techniques, l’excrétion virale dans les selles peut atteindre à 106 molécules de cDNA. La caractérisation du génotype peut être réalisée dans un second temps par profil de restriction et séquençage.

Ces techniques sont essentielles au diagnostic car il a été démontré lors de cas sporadiques survenant principalement dans des régions non endémiques pour le VHE, que la détection du virus par PCR est leur seul critère de diagnostic de certitude, en l’absence de détection des anticorps anti VHE sérologique, soit par manque de sensibilité des tests sérologiques ou par absence de réponse sérologique.

Diagnostic sérologique spécifique

Sur le marché européen, actuellement une seule trousse susceptible de détecter les anticorps anti VHE de type Ig G et Ig M est commercialisée. En terme de sensibilité et de spécificité, les performances de la trousse pour détecter les anticorps de type Ig G sont évaluées respectivement à 87 % et 95 %. Comme il a été noté plus haut, devant un tableau d’hépatite E aiguë, les anticorps peuvent ne pas être détectés, d’où l’intérêt de rechercher le génome viral

Dans les pays de forte endémicité, compte tenue de la séroprévalence anti HEV élevée, le diagnostic de certitude va reposer sur la détection des anticorps anti VHE de type Ig M.

Dans l’environnement

Le VHE a été détecté dans les boues résultant des étapes d’assainissement des eaux usées d’origine animale et humaine et dans l’eau de boisson. C’est ainsi que la mise en place d’un programme de surveillance de la qualité de l’eau de boisson à New Delhi, a contribué à l’identification par méthode moléculaire du VHE.

5 – Danger spécifiques liés a la manipulation de ces agents pour le personnel de laboratoire et modalités de la prévention

Suivant la liste des agents biologiques pathogènes, le VHE est classé en groupe 3 mais avec un risque d’infection limité car non infectieux par l’air. D’autre part, les risques de contamination lors de la manipulation de ce micro-organisme en laboratoire sont comparables à ceux des autres virus hépatotropes, le VHE étant difficilement cultivable in vitro. L’élimination des déchets se fait en respectant les règles relatives à la bonne exécution des analyses.

6 – Bibliographie

  1. Clemente-Casares P., Pina S, Buti M, Jardi R, Martin M, Bofill-Mas S, Girones R. hepatitis E virus epidemiology in industrialized countries. Emerg Infect Dis 2003; 9: 448-454.
  2. Grandadam M, Tebbal S, Caron M, Siriwardana M, Larouzé B, Koeck JL, Buisson Y, Enouf V, Nicand E. Evidence for hepatitis E virus quasispecies. J Gen Virol 2004; 85 pagination en cours
  3. Hamid SS, Atiq M, Shehzad F, Yasmeen A, Nissa T, Salam A, Siddiqui A, Jafri W. Hepatitis E virus superinfection in patients with chronic liver disease. Hepatology 2002; 36: 474-478.
  4. Huang FF, Haqshenas G, Shivaprasad HL, Guenette DK, Woolcock PR, Larsen CT, Pierson FW, Elvinger F, Toth TE, Meng XJ. Heterogeneity and seroprevalence of a newly identified avian hepatitis E virus from Chickens in the United States. J Clin Microbiol 2002; 40: 4197-4202.
  5. Khuroo MS, Kamili S, Yattoo GN. Hepatitis E virus infection may be transmitted through blood transfusions in an endemic area. J Gastroenterol Hepatol 2004; 19: 778-784.
  6. Kumar A., Beniwal M, Kar P, Sharma JB, Murthy NS. Hepatitis E in pregnancy. Int J Gynecol Obstet 2004, 85: 240-244.
  7. McCaustland KA, Krawczynski K, Ebert JW, Balayan et al. Hepatitis E virus infection in chimpanzees: a restrospective analysis. Arch Virol 2000; 145: 1909-1918.
  8. Nicand E, Grandadam M. Virus de l’hépatite E. Virologie 2003 ; 7 : 87-96.
  9. Schlauder GG, Desai SM, Zanetti AR, Tassopoulos NC, Mushahwar IK. Novel hepatitis E virus isolates from Europe: evidence for additional genotypes of HEV. J Med Virol 1999; 57:243-251.
  10. Schlauder GG, Mushahwar IK. Genetic heterogeneity of hepatitis E virus. J Med Virol 2001 ; 65 : 282-92.
  11. Virus Taxonomy, 7 th report 2002. Edited by MH van Regenmortel, CM Fauquet, DHL Bishop et al. Academic Press, San Diego, Wien New York.
  12. Meng J, Dai X, Chang JC, Lopareva E, Pillot J, Fields H, Khudyakov Y. identification and characterization of the neutralization epitopes of the hepatitis E virus. Virology 2001, 288: 203-
  13. Izopet J, Kmar N, Abravanel F, Dubois M, Lhomme S, et al. L’hépatite E chronique, Virologie, 13 (6) : 317-25.
  14. Kamar N, Selves J, Mansuy JM et al. Hepatitis E virus and chronic hepatitis in organ-transplant recipients. N Eng J Med 2008 ; 358 : 811-7.

 

Mis à jour le 28/04/2010 par IHA D. Delaune

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